Topografisch gesteuerte 3D-Zellumgebungen

Zellen im Gewebe sind in einer 3D-Umgebung (Matrix) etabliert. Man weiß mittlerweile, daß die Eigenschaften der Matrix die Eigenschaften der Zelle bestimmen. Dies trifft insbesondere auch auf motile Zellen zu. Neutrophile z.B. bewegen sich während entzündlicher Prozesse mit einer erstaunlichen Effizienz, um den Entzündungsherd zu erreichen und damit zum Schutz des Wirtes beizutragen. Konventionelle Ansätze der Analyse der Motilität von Zellen basieren auf 2D-Umgebungen in Zellkulturschalen. Um den in vivo-Bedingungen näher zu kommen, untersuchen wir die Zellmigration in topografisch angepassten 3D-Umgebungen.

Für die Modellierung einer definierten 3D-Umgebung werden regelmäßige Mikrostrukturen auf Oberflächen generiert. Diese Quasi-3D-Umgebungen sind geeignet, die Motilität von Zellen und den Einfluß externer Reize auf die Zellen untersuchen zu können. Für die Herstellung der Mikrostrukturen können verschiedene lithografische Verfahren der Prägung und Ätzverfahren eingesetzt werden. So sind z.B. Säulenstrukturen mit variablem Abstand und Größe ein Standard-3D-Modell für diese Untersuchungen.

Die aktive Bewegung von Zellen innerhalb der 3D-Umgebung wird mikroskopisch erfasst. Mittels Bildanalyse erfolgt ein Motion-Tracking. Die Daten ermöglichen dann eine kausale Auswertung der Zellmotilität in Abhängigkeit der 3D-Umgebung.

Die Ergebnisse sind insbesondere für das Verständnis der Prozesse beim Tissue Engineering von großer Bedeutung.

Veröffentlichungen innerhalb dieses Projekts:

• Tong C., Wondergem J.A.J., Heinrich D. & Kieltyka R.E. (2020), Photopatternable, Branched Polymer Hydrogels Based on Linear Macromonomers for 3D Cell Culture Applications, ACS Macro Letters 9(6): 882-888.
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• Wondergem A.J., Witzel P., Mytiliniou M., Holcman D. & Heinrich D.M. (2020), Topographical guidance of highly motile amoeboid cell migration, Biophysical Journal 118(3): 606a.
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• Tweedy L., Witzel P., Heinrich D.M., Insall R.H. & Endres R.G. (2019), Screening by changes in stereotypical behavior during cell motility, Scientific Reports 9: 8784.
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• Paulitschke P., Keber F., Lebedev A., Stephan J., Lorenz H., Hasselmann S., Heinrich D.M. & Weig E.M. (2019), Ultraflexible nanowire array for label- and distortion-free cellular force tracking, Nano Letters 19(4): 2207-2214.
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• Noteborn W.E.M., Wondergem A.J., Lurchenko A., Chariyez-Prinz F., Donato D.M., Voets I.K., Heinrich D.M. & Kieltyka R.E. (2018), Grafting from a hybrid DNA-covalent polymer by hybridization chain reaction, Macromolecules 51(14): 5157–5164.
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• Heinrich D.M., Gotz M. & Sackmann E. (2018), Die zelle- erstaunlich physikalisch, Physik in unserer Zeit 49(2): 64-70.
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• Emmert, M., Witzel, P, Rothenburger-Glaubitt M. & Heinrich D.M. (2017), Nanostructured surface of Biodegradable Silica Fibers enhance directed amoeboid cell migration in a microtubule-dependent process, RSC Advances 7: 5708-5714.
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• Emmert M., Witzel P. & Heinrich D.M. (2016), Challenges in tissue engineering - towards cell control inside artificial scaffolds, SOFT MATTER 2016(12): 4287-4294.
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• Gorelashvili M., Emmert M., Hodeck K. & Heinrich D.M. (2014), Amoeboid migration mode adaption in quasi-3D spatial density gradients of varying lattice geometry, New Journal of Physics 16: 075012.
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• Arcizet D., Capito S., Gorelashvili M., Leonhard C., Vollmer M., Youssef S., Rappl S. & Heinrich D.M. (2012), Contact-controlled amoeboid motility induces dynamic cell trapping in 3D-microstructured surfaces, Soft Matter 8(5): 1473-1481.
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• Sackmann E., Keber F. & Heinrich D.M. (2010), Physics of cellular movements, Annual Review of Condensed Matter Physics 1: 257 - 276.
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